2018, Vol. 45扩展功能
文章信息
- 孙旭, 杨柳燕
- SUN Xu, YANG Liu-Yan
- 蓝藻堆积对河蚬N2O释放通量及其肠道细菌群落结构的影响
- Effect of cyanobacterial accumulation on the nitrous oxide emission of Corbicula fluminea and intestinal bacterial community structure
- 微生物学通报, 2018, 45(11): 2376-2386
- Microbiology China, 2018, 45(11): 2376-2386
- DOI: 10.13344/j.microbiol.china.170705
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文章历史
- 收稿日期: 2017-09-07
- 接受日期: 2018-07-20
- 网络首发日期(www.cnki.net): 2018-08-10
2. 南京工程学院环境工程学院 江苏 南京 211167;
3. 环境保护部南京环境科学研究所 江苏 南京 210042
2. School of Environmental Engineering, Nanjing Institute of Technology, Nanjing, Jiangsu 211167, China;
3. Nanjing Institute of Environmental Sciences, Ministry of Environmental Protection, Nanjing, Jiangsu 210042, China
一氧化二氮(N2O)作为一种温室气体，其在大气中的浓度仅为二氧化碳(CO2)的千分之一，但温室效应是CO2的296倍，所导致的全球性气候变化和生态环境问题已经成为21世纪人类面临的一个严重威胁[1]。随着城市化和工业化水平的提高，人类活动对湖泊的影响也越来越大，大量的污染物输入湖泊水体，引起一系列不可逆的生态环境问题，加速湖泊的富营养化进程。富营养化湖泊硝化反硝化作用强度随之加强，导致湖泊成为继稻田、湿地等传统N2O释放源之外的另一个重要的释放源[2-3]。蓝藻堆积区通常是湖泊N2O释放源的热点区域，水气界面N2O释放通量可达到3.9-85.8 μg N2O/(m·h)[4-6]。
湖泊沉积物中存在大量的底栖动物和氮转化微生物，其中底栖动物在活性氮迁移转化过程中起着重要的媒介作用。近年来研究表明底栖动物不仅能促进沉积物释放N2O，其肠道也能释放N2O，释放通量在0-93.1 nmol/(g·h)[7]。底栖动物自身不能产生N2O，主要是通过两种途径产生N2O，一方面底栖动物肠道内的反硝化微生物经不完全反硝化作用产生N2O，这部分N2O约占底栖动物N2O释放量的30%-68%，是底栖动物N2O释放的主要来源；另一方面底栖动物表面粘附的生物膜也是N2O释放的场所，硝化作用产生的N2O最高可达底栖动物释放量的1/3[8-9]。底栖动物N2O释放能力与其栖息环境密切相关，在4-10 ℃的环境下，摇蚊幼虫(Chironomus plumosus) N2O释放速率与上覆水中硝态氮含量呈显著的正相关[10]。
为了研究富营养化湖泊底栖动物N2O释放规律，本实验以太湖梅梁湾为研究区域，河蚬为研究对象，采用室内微宇宙实验研究蓝藻堆积对底栖动物N2O释放通量的影响，揭示富营养化湖泊底栖动物的环境效应，为湖泊温室气体控制提供理论支撑。
1 材料与方法 1.1 实验材料及设置于2013年9月用彼得森采泥器采集太湖梅梁湾(31.42′65.5′′N，120.20′95.2′′E)沉积物，过0.5 mm筛网后收集筛网上的河蚬；并用64 μm的筛网收集水中的蓝藻，将采集的沉积物、河蚬以及蓝藻带回实验室备用。
将混匀的2 L沉积物装入直径0.20 m、高0.15 m的有机玻璃容器，沿壁采用点滴的方式缓慢加入含NO3--N (2 mg/L)和NH4+-N (2 mg/L)的灭菌自来水(泥水体积比2:1)，室温培养2周，每天更换上覆水。预培养结束后，引入3个大小一致的河蚬(密度为500 ind/m2)，设置2个实验组，每组5个平行，一组为不加藻的对照组(CK)，另一组为添加蓝藻的处理组(T)，冻干蓝藻的添加量由梅梁湾上覆水叶绿素a浓度(500 μg/L)换算而来[11]，文献记录该区域蓝藻优势种属为Microcystis，相对丰度为95%-98%[12-13]。所有实验组在25 ℃避光培养2周，用0.5 mm的筛网收集存活的河蚬。
1.2 河蚬N2O释放通量的测定各组分别取3个河蚬，用无菌水清洗河蚬表面3次，沥干表面的水分后放入含200 μL NaNO3 (0.5 mmol/L)的50 mL锥形瓶，丁基橡胶密封瓶口后21 ℃避光培养2 h，收集锥形瓶顶空气体测定N2O含量，作为河蚬活体N2O释放通量[8]。
1.3 河蚬肠道细菌基因组的提取分别取培养前(G0)、对照组(GN)和处理组(GA)培养河蚬5个，参照Horn等的方法提取河蚬肠道基因组DNA[14]。用50 μL无菌水洗脱后，0.8%琼脂糖凝胶电泳验证目的条带，并测定230、260、280 nm吸光值检验提取效率和纯度。
1.4 高通量测序及数据分析 1.4.1 454高通量测序将提取的肠道基因组DNA用带有不同TAG标签的通用引物B-27F (5′-AGAGTTTGATCCTGGCT CAG-3′)和A-533R (5′-TTACCGCGGCTGCTGGCA C-3′)对16S rRNA基因进行PCR扩增，A为测序端接头，B为引物共用端接头[15]。PCR反应体系：5×FastPfu缓冲液4 μL，dNTPs (2.5 mmol/L) 2 μL，引物(5 μmol/L)各0.4 μL，FastPfu聚合酶(500 U) 0.4 μL，模板DNA (10 ng/μL) 1 μL，灭菌超纯水补至20 μL。PCR反应条件：95 ℃ 2 min；95 ℃ 30 s，55 ℃ 30 s，72 ℃ 30 s，27个循环；72 ℃ 10 min。扩增产物经2%琼脂糖凝胶电泳检测，切胶回收纯化后送上海美吉生物公司进行454 FLX Titanium测序。
1.4.2 序列处理454测序序列采用Mothur软件进行降噪处理，去掉长度小于300 bp、模糊碱基和引物碱基错配2个以上、质量分数低于25、单碱基重复超过6个不确定碱基的序列，并通过UCHIME的方法去除嵌合体序列，得到的高质量序列用于后续数据分析。
1.4.3 OTU聚类注释及多样性分析使用QIIME软件中pick_de_novo_otus.py命令，通过Uclust方法对获得的高质量序列按97%相似度进行OTU (Operational taxonomic unit)聚类，选取每个OTU中数量最多的序列作为代表性序列进行注释，比对数据库为Greengene，获得每个OTU代表序列的物种分类信息。为减少低丰度物种对数据分析的影响，去掉相对丰度小于总序列条数万分之一的OTU，得到的OTU表用于下游数据分析。根据OTU表中的各样品物种丰度情况，应用QIIME软件计算各样品稀释曲线、种群丰富度(Chao1指数)和多样性(Shannon、Simpson指数)，并生成不同分类水平上的物种丰度表和多样品物种分布图。本研究中454测序获得的序列在NCBI Sequence Read Archive (SRA)上的登录号为SRX502686。
2 结果与分析 2.1 蓝藻堆积时河蚬N2O释放特征对照组河蚬在引入到微宇宙后逐渐进入沉积物中，处理组河蚬位于泥水界面，外壳呈半张开状态。经2周培养对照组和处理组河蚬总存活数分别为13个和10个，存活率分别达到86%和66%。不同处理组河蚬的N2O释放通量存在显著差异，如图 1所示，2 h内对照组和处理组河蚬N2O释放通量分别为1 335.6 pmol/ind和894.5 pmol/ind (P < 0.01)，N2O释放速率分别为667.8 pmol/(ind·h)和447.2 pmol/(ind·h)，蓝藻水华颗粒使河蚬N2O释放通量和释放速率分别降低33%和37%，表明蓝藻的堆积减缓了河蚬N2O的释放。
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| 图 1 蓝藻堆积对河蚬N2O释放的影响 Figure 1 Effect of cyanobacterial accumulation on N2O emission from C. fluminea |
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利用高通量测序技术，经序列过滤和去除嵌合体后，3个肠道样品共得到9 661条高质量序列，长度分布在300-548 bp，其中以序列428 bp居多。如表 1所示，97%的相似度下共获得1 043个OTU，G0、GN、GA 3个样品的OTU数目分别为562、619、65，大多数OTU分布在其中一个或两个样品中(图 2)，经2周的培养，对照组河蚬肠道OTU数目有所增加，处理组河蚬肠道OTU数目大幅降低，预示蓝藻水华暴发时河蚬肠道细菌种类急剧减少。从图 3和表 1看出，3个样品的稀释曲线在97%的相似度下趋于平缓并达到饱和，同时样品的覆盖度在96%-99%，说明统一测序深度至2 769时3个样品获取的细菌信息基本能反映河蚬肠道细菌的群落组成。
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| 图 2 河蚬肠道16S rRNA基因Venn图 Figure 2 Venn diagram of the intestinal 16S rRNA gene from C. fluminea 注：G0：预培养后河蚬；GN：对照组河蚬肠道样品；GA：处理组河蚬肠道样品. Note: G0: Gut before incubation; GN: Gut sample from the control; GA: Gut sample from the treatment. |
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| 图 3 稀释曲线 Figure 3 Rarefaction curves |
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| Name | Coverage(%) | OTUs | Chao1 | Shannon | Simpson |
| G0 | 97.03 | 562 | 579.21 | 8.15 | 0.99 |
| GN | 96.59 | 619 | 639.43 | 8.45 | 0.99 |
| GA | 99.06 | 65 | 85.31 | 2.70 | 0.72 |
通过Chao1、香浓指数以及辛普森指数来表征河蚬肠道细菌丰富度和多样性，如表 1所示，处理组河蚬肠道细菌多样性和丰富度均低于对照组，这与稀释曲线的趋势一致，表明蓝藻的堆积能降低河蚬肠道内细菌多样性。
2.3 蓝藻对河蚬肠道细菌群落结构的影响 2.3.1 门和纲水平优势菌分布特征在门分类水平3组河蚬肠道样品细菌群落组成如图 4所示，覆盖了30个细菌门类，包括变形菌门(Proteobacteria)、拟杆菌门(Bacteroidetes)、放线菌门(Actinobacteria)、绿弯菌门(Chloroflexi)、厚壁菌门(Firmicutes)、酸杆菌门(Acidobacteria)等，其中以变形菌门、拟杆菌门、放线菌门、绿弯菌门和厚壁菌门的微生物为主要类群，这5种优势菌群的相对丰度为84.3%-90.1%。不同处理组河蚬肠道细菌群落组成在门分类水平上存在一定的差异，培养前河蚬肠道细菌相对丰度由高到低为变形菌门(50.2%) > 拟杆菌门(13.1%) > 放线菌门(8.64%) > 绿弯菌门(6.5%)，经2周培养后对照组(GN)河蚬肠道细菌相对丰度由高到低为变形菌门(34.3%) > 绿弯菌门(22.4%) > 拟杆菌门(10.5%) > 放线菌门(9.9%)，而处理组(GA)则主要以变形菌门为优势菌(85.8%)。纵向而言，变形菌门在各组肠道中相对丰度高低为GA > G0 > GN，拟杆菌门为G0 > GA > GN，绿弯菌门为GN > G0 > GA。
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| 图 4 门(A)和纲(B)分类水平河蚬肠道细菌群落组成 Figure 4 The communities structure of bacterial with phylum (A) and class (B) |
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针对肠道样品中细菌优势门类变形菌门、拟杆菌门、放线菌门、绿弯菌门在纲分类水平进行分析，结果如图 4所示，不同处理的河蚬肠道细菌群落组成存在明显的差异。变形菌门中以β-、α-、γ-变形菌纲为主，相对丰度分别达到13.7%-36.3%、1.4%-37.5%、1.2%-18.9%，而δ-和ε-变形菌纲相对丰度较低，G0组变形菌门以β-和γ-变形菌纲为主，GN组变形菌门以β-和δ-变形菌纲为主，而GA组以α-和β-变形菌纲为主；拟杆菌门中拟杆菌纲、Flavobacteriia、Saprospirae是主要类群，其相对丰度分别为3.4%-6.6%、0.1%-3.2%、0-3.6%，G0组拟杆菌门以上述3种菌为主，GN组和GA组拟杆菌门均是拟杆菌纲为主；放线菌门和绿弯菌门微生物主要在G0和GN组被检出，放线菌门以放线菌纲为主，其在G0和GN组中相对丰度分别为7.4%和6.4%，Anaerolineae是绿弯菌门的优势菌，其在G0和GN组中相对丰度分别为6.1%和20.5%。
2.3.2 属分类水平优势菌分布特征在属分类水平3个河蚬肠道样品细菌群落组成如图 5所示，获得的1 043个OTU主要集中在311个属，包括110个已知属和201个未知属，相对丰度分别为18.8%和81.2%。311个属中相对丰度大于1%的属有15个，包括Dechloromonas (7.49%)、Acinetobacter (2.8%)、Propionibacterium (2.5%)、Chromobacterium (1.55%)、Bacteroides (1.44%)及未知属10个。
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| 图 5 河蚬肠道细菌属分类水平群落组成 Figure 5 The bacterial community structure of intestinal bacterial from C. fluminea at genus level |
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对相对丰度大于1%的未知属菌群进行分析发现，立克次氏体目(Rickettsiales，16.1%)、envOPS12 (3.7%)、红环菌科(Rhodocyclaceae，3.5%)、GCA004 (2.4%)、中华杆菌科(Sinobacteraceae，2.2%)等是主要类群。不同样品的未知菌也存在明显差异，G0组未知菌丰度由高到低为丛毛单胞菌科(Comamonadaceae，5.9%) > 嗜甲基菌科(Methylophilaceae，4.5%) > envOPS12 (2.9%) > ACK-M1 (2.7%)；GN组主要的优势未知菌为envOPS12 (8.2%)、GCA004 (5.8%)、拟杆菌科(Bacteroidales，5.4%)和中华杆菌科(Sinobacteraceae，5.4%)；而GA组主要以立克次氏体目(Rickettsiales，47.2%)和红环菌科(Rhodocyclaceae，7.9%)为主(图 6)。
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| 图 6 河蚬肠道细菌属分类水平未知菌群落组成 Figure 6 The unclassified community structure of intestinal bacterial from C. fluminea at genus level |
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微生物群落的重要特征之一就是微生物群落的稳定性，主要表现为结构稳定性和功能稳定性，微生物群落结构决定了其微生物功能。
河蚬肠道反硝化细菌组成如表 2所示，3个样品中共获得23种反硝化菌，其相对丰度达到17.7%，主要以脱氮单孢菌属(Dechloromonas，7.5%)、不动杆菌属(Acinetobacter，2.8%)和丙酸杆菌属(Propionibacterium，2.5%)等常见的反硝化菌为主。不同处理的河蚬肠道内反硝化菌组成存在明显的差异，GN组反硝化细菌相对丰度约为10%，以丙酸杆菌属(Propionibacterium，5.3%)、硫化细菌(Thiobacillus，1.2%)和脱氮单孢菌属(Dechloromonas，1.0%)为主；而GA组反硝化菌相对丰度则可达到22.6%，是GN组的2.3倍，脱氮单孢菌属(Dechloromonas，20.9%)是其优势反硝化菌属。
| Denitrify bacterial | Total (%) | G0 (%) | GN (%) | GA (%) |
| Corynebacterium[16] | 0.30 | 0.87 | 0.00 | 0.04 |
| Mycobacterium[17] | 0.10 | 0.29 | 0.00 | 0.00 |
| Propionibacterium[18] | 2.50 | 2.17 | 5.34 | 0.00 |
| Streptomyces[19] | 0.05 | 0.14 | 0.00 | 0.00 |
| Cytophagaceae[20] | 0.07 | 0.22 | 0.58 | 0.00 |
| Flavobacterium[21] | 0.78 | 2.17 | 0.11 | 0.07 |
| Hyphomicrobium[22] | 0.02 | 0.00 | 0.07 | 0.00 |
| Methylosinus[22] | 0.18 | 0.04 | 0.43 | 0.00 |
| Ochrobactrum[23] | 0.05 | 0.04 | 0.00 | 0.11 |
| Rhodoplanes[24] | 0.04 | 0.00 | 0.11 | 0.00 |
| Rhodobacter[23] | 0.10 | 0.18 | 0.00 | 0.00 |
| Rhodospirillaceae[21] | 0.05 | 0.14 | 0.00 | 0.00 |
| Achromobacter[25] | 0.08 | 0.22 | 0.00 | 0.04 |
| Burkholderia[26] | 0.05 | 0.14 | 0.00 | 0.00 |
| Comamonas[21] | 0.25 | 0.76 | 0.00 | 0.00 |
| Hydrogenophaga[27] | 0.24 | 0.58 | 0.07 | 0.00 |
| Rubrivivax[28] | 0.01 | 0.00 | 0.04 | 0.00 |
| Thiobacillus[29] | 0.67 | 0.25 | 1.77 | 0.00 |
| Dechloromonas[21] | 7.50 | 0.51 | 1.01 | 20.91 |
| Zoogloea[21] | 0.29 | 0.79 | 0.07 | 0.00 |
| Arcobacter[21] | 0.61 | 1.05 | 0.00 | 0.79 |
| Acinetobacter[30] | 2.80 | 8.34 | 0.00 | 0.07 |
| Pseudomonas[31] | 0.90 | 2.09 | 0.00 | 0.61 |
底栖动物广泛地分布在淡水和海洋沉积物中，是水生态系统的重要组成部分，不仅能反映水质的污染状况，还参与水生态系统的碳、氮、磷、硫等物质循环，研究表明底栖动物也是一个潜在的N2O释放源[7, 32]。本研究以太湖梅梁湾为研究区域，河蚬为研究对象，通过室内微宇宙实验模拟蓝藻堆积情况下底栖动物N2O的释放特征，结果显示上覆水中叶绿素a浓度达到500 μg/L时，河蚬N2O释放速率为447.2 pmol/(ind·h)，高于已报道的双壳类平均值300 pmol/(ind·h)[8]，若按太湖梅梁湾河蚬最高密度500 ind/m2计算[33]，蓝藻暴发时河蚬N2O释放通量可达9.8 μg N2O/(m2·h)，约占沉积物释放量的11.4%[11]，表明底栖动物也是富营养化湖泊N2O重要的释放源之一，应引起足够重视。如表 3所示，与其他底栖动物N2O释放情况相比，本研究处理组河蚬N2O释放通量处于一个较高的水平，是摇蚊幼虫(Chironomus plumosus)释放量的34.9倍，仅次于触角豆螺(Bithynia tentaculata)的释放水平，这与底栖动物食性和栖息环境有关[7, 28]。底栖动物自身不会释放N2O，但通过吞噬环境中的硝化反硝化微生物在肠道释放N2O，其中肠道释放的N2O占底栖动物释放量的67%-84%。双壳类的河蚬表面通常会形成一层生物膜，大量的硝化细菌附着在生物膜中，硝化过程释放的N2O量约占总释放量的1/3，而肠道反硝化释放量占2/3，本研究将不同处理组河蚬表面清洗后再进行N2O释放通量测定，并采用相应的功能基因amoA引物对肠道AOA (Ammonia-oxidizing archaea)和AOB (Ammonia- oxidizing bacteria)进行扩增，并未成功扩增出目的条带，表明河蚬肠道里不发生或发生很微弱的硝化过程，以致于不能检测到氨氧化菌，因此河蚬N2O释放量基本由肠道产生[8, 35]。
| 底栖动物 Aquatic invertebrate |
食性 Habitat type |
释放量 N2O emission(pmol/(ind·h)) |
| Bithynia tentaculata[7] | Filter-and deposit-feeders | 600-900 |
| Mytilus edulis[7] | 150-426 | |
| Chironomus plumosus[10, 28, 32] | 10-128 | |
| Ephemera danica[34] | 100-351 | |
| Corbicula fluminea (this study) | 447-667 | |
| Anabolia nervosa[7] | Shredders | 100-200 |
| Asellus aquaticus[7] | 20-45 | |
| Ecdyonurus sp.[7] | Grazers | 10-25 |
| Baetis sp.[7] | 2.2-8.1 | |
| Erpobdella octoculata[7] | Predators | 5.1-32.0 |
| Orectochilus sp.[7] | 4.2-18.4 | |
| Sialis lutaria[33] | 2.5-12.2 |
河蚬N2O释放量与其肠道内反硝化底物浓度密切相关，例如NO3--N、DOC及DO等，有研究表明上覆水NO3--N浓度低于15.5 mg/L或DO低于2.9 mg/L时，部分底栖动物肠道内NO3--N和DO浓度与上覆水中相应浓度具有显著的正相关[9-10]。本研究处理组GA组由于堆积蓝藻的降解，释放大量的氨氮及有机酸，上覆水NO3--N和DO浓度分别为3.8 mg/L和1.5 mg/L，明显低于对照组GN的7.6 mg/L和3.7 mg/L，可以推测GA组河蚬肠道内NO3--N和DO均低于对照组GN，而DOC含量高于对照组GN。通常增加可利用碳含量能降低反硝化产物中N2O:N2的比例，且在富含有机质的环境中没有明显的硝氮输入时，会促使更多的N2O转化成N2[36]。
作为自然界氮循环的主要驱动者，微生物在湖泊生态系统氮素的迁移转化过程中发挥着重要作用。利用454高通量测序技术研究了蓝藻堆积时河蚬肠道细菌群落演替规律，结果显示，河蚬肠道内细菌覆盖30门75纲118目237科311属，大多数是未知菌属，比DGGE (Denaturing gradient gel electrophoresis)、T-RFLP (Terminal restriction fragment length polymorphism)、克隆文库等传统的微生物群落分析技术获得更多的细菌门类[37]。经2周的培养处理组河蚬肠道优势菌为变形菌门的α-和β-变形菌，相对丰度高达85%，而对照组河蚬肠道则为变形菌门的β-、γ-变形菌和拟杆菌门，同时处理组河蚬肠道细菌丰富度和多样性均低于对照组。这可能与河蚬在不同栖息环境的习性及肠道对细菌的选择性有关，无蓝藻堆积环境下河蚬在沉积物中掘穴而居，主要以沉积物颗粒为食，导致对照组河蚬肠道细菌与沉积物细菌较为接近；在有蓝藻堆积环境下河蚬栖息在泥水界面之间，双壳敞开，以蓝藻碎屑和沉积物颗粒为食，而在蓝藻暴发时沉积物中以变形菌为主，β-变形菌常常是污染较重湖区沉积物的优势类群[9, 12, 38-39]。进一步对河蚬肠道反硝化细菌进行分析，发现河蚬肠道内反硝化细菌相对丰度为10.0%-22.6%，处理组河蚬肠道反硝化细菌相对丰度是对照组河蚬的2.3倍，主要以Dechloromonas为主，这类反硝化细菌通常在污水处理系统中被检测到，具有完全反硝化能力，可将NO3-转化为N2[40]。这与Svenningsen等[41]研究结果一致，双壳类的斑马贝(Dreissena polymorpha)肠道中nirK型和nirS型反硝化菌多样性较低，nirK型主要以Dechloromonas为主，而nirS型反硝化菌主要是α-变形菌的Rhodobacter和Rhodopseudomonas。值得注意的是基于16S rRNA基因的菌群多样性分析通常会造成对细菌丰度的高估，有研究表明焦磷酸测序的V4-V5区域显示了最低的高估程度(约为3.0%)，而V6区域的高估程度最高(约为13%)，但也有研究认为V3-V4区域是活性污泥细菌多样性研究的最佳区域，这可能与样本的复杂程度有关，本研究中河蚬肠道细菌多样性明显低于活性污泥，因此采用V3-V4区域进行分析基本能覆盖样品的细菌多样性[42-43]。对于反硝化功能基因而言，由于存在种间转移，且与16S rRNA基因进化速度不同，导致大部分反硝化功能基因与16S rRNA基因的系统发育关系存在较大的差异，因此通过16S rRNA基因对反硝化细菌多样性分析时会引起一定程度的低估，尤其是一些低丰度的反硝化细菌将检测不到[44]。
4 结论通过室内微宇宙实验，模拟蓝藻堆积情况下河蚬N2O释放规律，丰富了N2O释放清单核算，可为全球气候变化控制及湖泊富营养化提供理论支撑，主要结论如下：
(1) 蓝藻的堆积可使河蚬N2O释放通量减少63%；
(2) 蓝藻堆积会降低河蚬肠道内细菌丰富度和多样性，增加肠道内α-和β-变形菌纲相对丰度，降低拟杆菌门和绿弯菌门相对丰度，改变肠道内细菌群落组成；
(3) 蓝藻堆积会增加河蚬肠道内反硝化功能菌的相对丰度，形成特异型的反硝化菌类群(脱氮单孢菌属)，相对丰度可达到20.9%左右，进一步强化完全反硝化作用，使更多的N2O转化成N2，减少温室气体N2O的释放，降低湖泊内源氮负荷，是富营养化湖泊生态系统自我调节机制之一。
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