2021, Vol. 61中国科学院微生物研究所，中国微生物学会，中国菌物学会
文章信息
- 熊天, 梁洁良, 李金天, 束文圣, 王宇涛. 2021
- Tian Xiong, Jieliang Liang, Jintian Li, Wensheng Shu, Yutao Wang. 2021
- 丛枝菌根真菌数个种的基因组和转录组研究概况
- Genomic and transcriptomic studies of several species of arbuscular mycorrhizal fungi
- 微生物学报, 61(11): 3413-3430
- Acta Microbiologica Sinica, 61(11): 3413-3430
-
文章历史
- 收稿日期：2021-02-09
- 修回日期：2021-04-16
- 网络出版日期：2021-09-07
引用本文 |
2. 广东省连州市东篱种养实业有限公司, 广东 连州 513400
2. Lianzhou Dongli Seeding and Breeding Industry Co., Ltd., Lianzhou 513400, Guangdong Province, China
丛枝菌根真菌(arbuscular mycorrhizal fungi，AMF)是自然界分布最广泛、最重要的土壤微生物类群之一，能与大约80%的陆生植物以及大部分的水生、半水生植物形成共生关系[1-2]。从裸子植物门(Gymnospermae)的苏铁纲(Cycadopsida)、银杏纲(Ginkgopsida)等到被子植物门(Angiospermae)的单子叶植物纲(Monocotyledoneae)、双子叶植物纲(Dicotyledoneae)，都含有AMF的寄主植物[3-4]。此外，AMF的寄主还包括最早登上陆地的植物——苔纲(Liverworst)和角苔纲(Hornworst)[5]，因此AMF被认为在植物从水生发展到陆生环境的适应性演化过程中发挥了至关重要的作用。AMF与植物形成的菌根共生体中，AMF利用其庞大的根外菌丝网络帮助寄主植物吸收土壤中的氮(N)、磷(P)等营养元素及水分，并提高植物对干旱、贫瘠、重金属等环境胁迫的抗性[6-9]；作为回报，寄主植物向AMF提供其生长发育所需的碳源[10-13]。AMF与植物形成的共生关系不仅深刻影响生态系统的多样性和生产力，也是全球碳(C)、N、P等元素循环的重要驱动因子[14-15]。
AMF研究的传统方法主要包括菌根形态学的观察[16]、侵染率的检测[17]以及菌根生长效应的检测[18]等。随着测序技术的快速发展，对AMF基因组、转录组信息的挖掘成为了研究AMF与植物共生机制的重要手段。基因组是生物体和细胞内所包含的整套基因，涵盖个体遗传变异的全面集合[19]。全基因组测序能够从整体上掌握生物体的全部遗传信息，可为发现新的基因、研究基因间的互作、揭示生物体的代谢机制等工作提供更有力的途径[20-23]。对AMF基因组的研究为深入了解其严格共生的原因、共生机制、系统发育地位及其系统分类提供了重要依据[24]。转录组为某一生理条件下细胞内所有转录本的集合，是连接基因组与蛋白组的桥梁[25]。对特定条件下(如特定生长阶段、特定结构) AMF所有转录本序列的测定和分析，有利于揭示AMF实时参与某一生命过程(如代谢或信号传导)的机制[26]。
基因组学、转录组学技术对揭示AMF与寄主植物共生的机制非常重要，但目前对于AMF基因组、转录组的认识仍然非常有限，这主要有两方面原因：一方面，AMF长期以来被认为是一种高度依赖寄主植物碳源的共生菌，无法在脱离寄主根系的情况下实现纯培养，而在传统土壤培养条件下又很难获得足够纯净的AMF菌丝及孢子。利用单孢建立起来的AMF与转基因胡萝卜(Daucus carota L.)毛状根形成的双重无菌培养体系[27]让获取无菌的AMF样本成为可能。目前已完成基因组测序的AMF种类大部分都是基于该体系获得[24, 28-31]。最近，Sugiura等(2020)通过包埋式固定化细胞培养验证了AMF脱离寄主后能以14-碳脂肪酸(肉豆蔻酸及其脂肪酸盐)作为碳源单独繁殖[32]，而Kameoka等(2019)则通过纸盘扩散式培养验证了16-碳脂肪酸(棕榈酸及其脂肪酸盐)也可作为AMF的单一碳源[33]，这为实现AMF的纯培养提供了新的突破口。可以预见，AMF纯培养技术的突破将为AMF基因组的研究提供极大的便利。另一方面，AMF的细胞内具有多个细胞核，且同一物种可拥有多种不同的核型，例如异形根孢囊霉(Rhizophagus irregularis)既有双核体的菌株(DAOM 197198、A4、A5)也有多核体的菌株(B3、C2、A1)[34]，既可以产生同源核的菌丝也可以产生异源核的菌丝[29]。此外，细胞核在AMF菌丝间可以发生转移[35]，且AMF双核体中的核型比还受到寄主植物类型的影响[36]。因此AMF大部分基因往往具有多个拷贝，这给早期基因组测序和组装工作带来了一定的困难[37]。近年来，随着高通量测序技术的发展，Tisserant等(2013)通过SMRT- Illumina改进了序列的组装策略[24]，利用异形根孢囊霉DAOM 197198的孢子完成了首次AMF全基因组测序。本文就近年来已完成测序的AMF基因组、转录组的研究进展进行综述，并对未来其发展方向进行了展望。
1 AMF基因组特征AMF是一类古老的微生物类群，基于化石鉴定与DNA系统发育学的分析认定AMF距今已有450万-500万年的演化历史[38-39]。关于AMF系统分类的地位目前在学术界仍存在较大争议。不少研究人员认为AMF是独立起源的类群，应将其单独归为球囊菌门(Glomeromycota)[40]。有研究者基于最新的基因组学数据探索了球囊菌门与毛霉菌门(Mucoromycota)的亲缘性，将球囊菌门调整为球囊菌亚门(Glomeromycotina)，与被孢霉亚门(Mortierellomycotina)和毛霉菌亚门(Mucoromycotina)同划归到毛霉菌门[41-42]。该分类将3个真菌亚门在一个门中合并，与研究得最好的真菌演化枝——双核菌亚界(Dikarya)的分类存在不一致之处，目前尚未被普遍认可(http://www.amf-phylogeny.com)，因此本文将沿用“球囊菌门”的分类方式。球囊菌门仅有球囊菌纲(Glomeromycetes)，包含多孢囊菌目(Diversisporales)、球囊菌目(Glomerales)、原囊菌目(Archaeosporales)和类球囊菌目(Paraglomerales) 4个目，共11科，超过25属，近315种[41, 43-44]。
由于早期的研究者对原囊菌目和类球囊菌目的分类有一定争议，且尚缺乏针对这两个目的活体培养技术[45-46]，目前还没有来自于原囊菌目和类球囊菌目的全基因组信息。多孢囊菌目和球囊菌目的材料较易获得，因此测序的工作多集中在这两个类群。从第一个完成全基因组测序的AMF种异形根孢囊霉DAOM197198[24]至今，共报道了2目8种的全基因组信息(表 1)。它们是球囊菌目球囊菌科(Glomeraceae)的异形根孢囊霉、脑状球囊霉(Rhizophagus cerebriforme)、透光根孢囊霉(Rhizophagus diaphanus)、明根孢囊霉(Rhizophagus clarus)；多孢囊菌目多胞囊菌科(Diversisporaceae)的地表多样孢囊霉(Diversispora epigaea)以及巨孢囊菌科(Gigasporaceae)的玫瑰红巨孢囊霉(Gigaspora rosea)和球状巨孢囊霉(Gigaspora margarita)。截至目前，与AMF共生机制相关的研究普遍都是基于以上这些物种；其中，AMF的“模式种”异形根孢囊霉已完成了9个菌株的基因组测序(表 1)。基于以上AMF的基因组信息，本文总结了AMF基因组呈现出的一些共同特征。
| Species | Genome/Mb | Genes | GC/% | RS/% | TEs | NCBI No. & Ref. |
| Glomerales | ||||||
| Rhizophagus irregularis | 125.9 | 26659 | 27.25 | 19.61 | 17115 | PRJNA299202 [29-30] |
| 138.3 | 25760 | 27.19 | 20.48 | 19382 | PRJNA299206 [29-30] | |
| 131.5 | 26585 | 27.19 | 21.98 | 19345 | PRJNA299208 [29-30] | |
| 124.9 | 25164 | 27.22 | 19.86 | 16840 | [29-30] | |
| 123.0 | 26756 | 27.26 | 18.54 | 17334 | PRJNA299212 [29-30] | |
| 136.8 | 26183 | 27.53 | 21.72 | 14451 | PRJNA208392 [24, 30] | |
| 146.5 | 29805 | 21.40 | NA | 17710 | PRJNA477348 [51] | |
| 131.0 | NA | 25.80 | NA | NA | PRJNA565846 | |
| 149.8 | 43674 | 27.90 | NA | NA | PRJDB4945 | |
| Rhizophagus cerebriforme | 136.9 | 21158 | 26.55 | 31.66 | 883 | PRJNA430010 [31, 51] |
| 170.9 | NA | NA | NA | NA | PRJNA477348 | |
| Rhizophagus diaphanus | 125.9 | 23252 | 27.19 | 23.19 | 483 | [31, 51] |
| Rhizophagus clarus | 116.4 | 27753 | 27.20 | 36.04 | NA | PRJDB6444 [34] |
| Rhizophagus sp. | 125.9 | 23014 | 23.80 | NA | NA | PRJNA430014 |
| Diversisporales | ||||||
| Diversispora epigaea | 156.6 | 28348 | 32.00 | 43.60 | NA | PRJNA431769 [71] |
| Gigaspora rosea | 598.0 | 31291 | 28.81 | 63.44 | 10422 | PRJNA430513 [31, 52] |
| Gigaspora margarita | 773.1 | 26603 | 27.68 | 64.00 | NA | PRJNA575165 [72] |
| Mortierellales | ||||||
| Mortierella elongata | 49.9 | 14969 | 48.05 | 4.63 | 167 | PRJNA346817 [31, 73] |
| Mortierella alpina | 38.4 | 12796 | 51.72 | NA | 6277 | ADAG00000000 [74] |
| Mucorales | ||||||
| Mucor circinelloides | 36.6 | 11719 | 35.78 | 9.74 | 2319 | AMYB00000000 [75] |
| Phycomyces blakesleeanus | 53.9 | 16528 | 26.55 | 24.77 | 857 | AMYC00000000 [75] |
| AMF materials used for sequencing were mostly cultured in the monoxenic root organ cultures, except Diversispora epigaea (sporocarps collected from sand cultured pot) and Gigaspora margarita (germinating spores in spoiled water with 10-7 mmol/L strigolactone). Non-AMF species were saprophytic fungi from Mucoromycota; RS: repeated sequence; TE: transposable element; NA: not available. | ||||||
1.1 较大的基因组
基于已有的测序数据，AMF基因组(基于单个细胞内所有的核)大小在116-773 Mb之间，显著大于来自于毛霉菌门中的被孢霉亚门和毛霉菌亚门中的腐生真菌基因组(36-54 Mb)[31](表 1)，也远高于子囊菌门(Ascomycota)、担子菌门(Basidiomycota)中的外生菌根(ectomycorrhiza，基因组50-110 Mb)、兰科菌根(orchid mycorrhiza，基因组48-60 Mb)和欧石南菌根(ericoid mycorrhiza，基因组55-65 Mb)的基因组[47]。
AMF较大的基因组可能与其含有大量重复基因(duplicated genes)有关。Chen等(2018)和Morin等(2019)发现AMF基因组中的核心基因(定义为所有已测序AMF都共有的基因)、非必需基因(定义为至少在2个而非所有AMF菌株中存在的基因)和特异性基因(定义为只在单株AMF中出现的基因)都存在不同程度的复制[30-31]。由于重复基因的广泛存在是新基因出现的重要基础[48]，AMF基因组中广泛存在的重复基因可能是AMF适应多变环境而形成的一种演化机制[49]，导致了其较大的基因组。此外，AMF较大的基因组可能还与AMF基因家族的大量扩展(expansion)有关[24]。基因家族扩展是指AMF在演化过程中由于突变所导致的基因家族成员增多。例如，AMF基因组中拥有Sel复制结构域的基因、在信号转导机制中发挥着重要作用的TKL家族基因以及编码甲基转移酶和蛋白激酶的基因等，被认为是典型的经过扩展而形成的多基因家族[24]。值得注意的是，虽然AMF具有多个核，但多核的性状可能并不是其具有大基因组的直接原因[29, 50]，同时AMF基因组的大小与其细胞核间的同源性并没有直接联系[51]。
1.2 高丰度的转座子与较高的AT碱基含量AMF基因组具有较高的AT碱基含量(AT%)。例如，异形根孢囊霉DAOM197198基因组内AT%为72%，玫瑰红巨孢囊霉的AT%为71%[24, 31, 52]。相比之下，姊妹门的其他腐生真菌(长枝被孢霉Mortierella elongata、卷枝毛霉Mucor circinelloides、布拉克须霉Phycomyces blakesleeanus、小孢根霉Rhizopus microsporus)的AT%介于52%-65%[31]。高AT%预示着AMF基因组的稳定性较低，这种低稳定性在某种程度上可能也与转座子的高覆盖率有关。
AMF的基因组具有高丰度的转座子。比如，异形根孢囊DAOM197198基因组内转座子覆盖率(coverage)可达36%，玫瑰红巨孢囊霉的转座子覆盖率甚至达到63%[24, 31, 52]；而姊妹门的其他腐生真菌(长枝被孢霉、卷枝毛霉、布拉克须霉和小孢根霉)转座子覆盖率普遍低于36%，甚至低于10%[31]。这表明高丰度的转座子是AMF基因组区别于毛霉菌门其他类别微生物类群的重要特征[53]。不同的AMF菌株所拥有的转座子类别具有一定的差异性。通常情况下，系统发育地位越相近的菌株所共有的转座子数目更多(如异形根孢囊的A1、A5和B3菌株)[30]。但Miyauch等(2020)指出，相比于演化地位，AMF严格共生的生活方式对转座子类别的影响更为显著[43]。转座子通过作用于基因组大小、介导基因演化和新基因的形成等影响AMF基因组演化[54]，使得AMF能更好地适应外界环境的变化[31]。
1.3 大量未知功能基因与特异性基因大量未知功能基因的存在是AMF基因组的又一典型特征。目前，一般微生物基因组中可被注释的基因通常占到全部基因的90%以上[55]。而在已完成基因组测序的AMF种类中的基因注释率要远低于该比例。即使是AMF“模式种”异形根孢囊霉的各菌株中未被注释基因的占比也达到60%以上[30]，表明我们对AMF基因组的功能缺乏认知，也凸显了AMF基因组相比于其他微生物基因组的“独特性”。区别于AMF姊妹门的腐生真菌，AMF基因组中未知功能基因所编码的蛋白可能在它们形成严格共生营养方式的演化中发挥关键作用[31]。
AMF的基因组内存在大量的高度特异性基因(分为物种层面和菌株层面)；某些物种的特异性基因占比高达64%(如玫瑰红巨孢囊霉)，远高于其姊妹门的其他真菌[31]。此外，AMF大部分特异性基因的功能目前也还未知。例如，异形根孢囊霉各菌株的菌株特异性基因中，能进行功能预测的基因仅占16%-26%[30]。与保守基因相比，AMF的特异性基因序列普遍更小更短、外显子更少、表达序列占比更低，在演化上更年轻[31]。功能分析发现，这类特异性基因包括一些编码与信号激酶相关蛋白域的大型基因家族，可能会在信号转导、蛋白与蛋白互作的过程中发挥作用[31]。AMF基因组中特化的基因可能增强了特定菌株对环境的适应性，提高了其分布和寄主选择范围[30]。
1.4 缺乏部分专性营养相关的功能基因AMF具有部分与姊妹门腐生菌同源的保守基因，这类基因主要编码一些涉及初级代谢和信号转导途径的相关蛋白，例如酪氨酸激酶(tyrosine kinase)，表明AMF在基础代谢方面保留了部分与腐生菌相同的方式[24, 30]。与此同时，AMF基因组在漫长的演化中也丢失了一些与腐生、寄生等专性营养方式密切相关的基因。
1.4.1 缺乏降解植物细胞壁多糖的基因:植物细胞壁降解酶基因的丢失是AMF基因组研究中一个重要的发现。作为一种能够侵染植物根系并在寄主根细胞内定殖的真菌，这类基因的丢失似乎是不合理的。植物细胞壁一般含有纤维素、半纤维素等多糖。AMF要实现对寄主的侵染似乎需要借助参与多糖降解的碳水化合物活化酶，包括在多糖降解过程中发挥主要作用的多糖水解酶(glycoside hydrolases，GH)[52]。在所有的菌根真菌中，AMF所拥有的植物细胞壁降解酶基因数量是最少的(平均只有5个)[43]。在异形根孢囊霉的各个菌株中具有少数预测的多糖水解酶基因，主要是溶菌酶和α-甘露糖苷酶，但它们并没有参与植物细胞壁多糖的降解，而其他相关的木质素过氧化酶和纤维二糖水解酶等基因都有着明显的缺失[30]。玫瑰红巨孢囊霉中只发现部分纤维素降解酶(GH5、GH9)，其他参与分解半纤维素和果胶等的降解酶都是缺失的[52]。不仅如此，某些AMF中即使发现与半纤维素、木质素降解有关的基因，它们也都是高度沉默的。例如，异形根孢囊霉基因组中分泌碳水化合物活化酶的基因中仅17%检测到表达活性[31]。
与AMF相比，同属于内生菌根(endomycorrhiza)的兰科菌根(orchid mycorrhiza)和欧石南菌根(ericoid mycorrhiza)就拥有数量较多的植物细胞壁降解酶。以Miyauchi等(2020)的研究为例，兰科菌根所含的相关基因平均数目约为114，杜鹃类菌根真菌所含相关基因的平均数目约为49。而无法定殖到寄主植物细胞内的外生菌根所含有的植物细胞壁降解酶数量就很少，涉及纤维素和木质素降解的基因平均数目仅有11个左右[43]。可见，菌根真菌所拥有植物细胞壁降解酶基因数目与其是否能在寄主根细胞内定殖、营共生生活的习性是相关的。
植物细胞壁降解酶的缺失可能是AMF对严格共生生活方式的一种适应性演化，用以防止被寄主植物的病原物关联的分子模式(pathogen-associated molecular patterns，PAMP)和损伤相关分子模式(damage-associated molecular patterns，DAMP)等防御机制识别，进而减少寄主免疫系统相关效应因子的释放，实现与寄主共生的目的[24, 52, 56]。至于缺少植物细胞壁降解酶基因的AMF如何“侵入”寄主植物细胞，目前尚缺乏确切的解释。最新研究表明，寄主植物中存在的VAPYRIN基因能够在AMF入侵时降低根表皮细胞壁的局部木质素积累[57]，暗示AMF的侵入与寄主植物“主动”调整其细胞壁结构和组分密切相关。
1.4.2 缺少脂肪酸合酶基因:脂质是AMF的重要组分，Bago (2004)曾将AMF定义为“产油”真菌，因为其干重的25%均由脂质组成[58]。真菌脂肪酸的从头合成是由大型胞质多结构域蛋白——脂肪酸合酶催化，活体营养型真菌通常包含多种类型的脂肪酸合酶[59]。有趣的是，已测序的AMF基因组中均缺乏脂肪酸合酶的基因(包括Ⅰ型、A型、B1型、B2型脂肪酸合酶)，而只发现了与Ⅱ型脂肪酸合酶部分结构域具有高度相似性的序列[24, 31, 52, 60]。
早期研究表明，AMF的萌发孢子以及外生菌丝无法合成长链脂肪酸，仅在与植物共生的结构(根内菌丝)中才有长链脂肪酸的存在[61]。此后有研究通过同位素标记实验发现，AMF能够利用甘油合成葡萄糖但无法合成脂肪酸[11]。脂肪酸合酶基因的缺乏进一步证明了AMF自身脂肪酸从头合成的途径是不完整的，属于脂肪酸营养缺陷型，必须依靠寄主为其提供脂质，因此脂质是AMF除糖类以外从寄主获得的另一重要碳源[13]。在AMF与寄主植物形成共生关系的过程中，越是到共生后期，AMF内与脂肪酸代谢相关的基因表达量就越高，尤其是长链脂肪酸降解相关酶类的编码基因[62]。
1.5 具有与有性生殖相关的基因长久以来，AMF都被认为是一种进行无性生殖的微生物。随着研究的不断深入，人们陆续发现AMF的基因组内存在着与其他真菌有性生殖基因同系的基因，包括减数分裂的特异性基因[63-64]，以及具有MATA-HMG (mating-type-related high mobility group)结构域的多基因家族(其作用是决定异交物种的2个个体之间的性亲和性)[65]。Halary等(2011)指出，在异形根孢囊霉和透光根孢囊霉的基因组中发现的减数分裂核心基因占已知减数分裂核心基因数的85%以上[63]。这类基因的发现似乎揭示了AMF存在着某种隐藏的有性生殖方式，但从现有的证据来看，AMF可能只是利用了这类有性生殖相关的基因来实现基因的重组以减少有害突变的积累、提高遗传的多样性，而不是进行完整的有性生殖。单核苷酸多态性的密度也提示细胞核间存在一些等位变异，意味着AMF的生命周期内的确可能存在有限的基因重组和相关序列的均质化，这类等位变异的出现可能与上述的有性生殖基因有关[24]。
1.6 参与C、P养分循环的基因情况作为一种与大部分维管植物有着密切共生关系的微生物，AMF在驱动全球C、N、P等元素的大循环中发挥着重要的作用。AMF基因组中与这些营养元素循环相关的基因及其作用也一直备受关注。
长久以来，AMF一直被认为是一种严格依赖寄主植物获取C源的微生物。由于缺乏蔗糖酶等有机质分解酶的基因[52, 66]，AMF无法直接分解利用土壤中的有机质。实验研究也证明，除非外援提供单糖和脂肪酸，AMF无法在完全脱离寄主的环境下繁殖[67]。然而，少数研究发现，在森林土壤表层的树叶凋落物中存在AMF的定殖[67]，且AMF根外菌丝也具有吸收单糖的转运子(monosaccharide transporters 2)[68]，似乎暗示着AMF兼具“腐生性”。不过，AMF在植物凋落物中定殖更有可能是为了从周边的其他寄主获取碳源[67]。
AMF促进寄主植物P获取能力是AMF最基本、最重要的功能。自然土壤中的P大多为结合态。尽管AMF的基因组内存在编码磷酸酶的基因，包括对硝基苯酚磷酸酶、酸性磷酸酶和碱性磷酸酶等[66]，但目前尚无AMF分泌磷酸酶的确切证据。研究证实，AMF可通过活化土壤中的溶磷菌、上调溶磷菌中磷酸酶基因的表达量[69]增加土壤中有效P的含量；还有研究发现，AMF的侵染可以激发寄主植物植酸酶的活性[70]，促进土壤中有机磷的降解，提高植物对P的吸收。
总体而言，AMF基因组学的研究已经深度拓展了我们对AMF的认识；尤其是为揭示AMF的演化历史、营养类型、生活方式等方面提供了丰富而重要的信息，也为AMF的其他方面研究提供了重要的指导。不过，由于AMF纯培养和测序技术等方面的限制，目前已知的AMF基因组信息仍然非常有限，亟需更多关于AMF基因组学的研究，尤其是针对来自原囊菌目和类球囊菌目的基因组学研究。
2 AMF转录组特征NCBI数据库中目前已经囊括AMF全部4个目(多孢囊菌目、球囊菌目、原囊菌目和类球囊菌目)中的1个或多个种类的转录组信息。其中，多胞囊菌目和球囊菌目分别有6个和5个种的转录组信息，而原囊菌目和类球囊菌目则只有1个种有转录组信息(表 2)。这些转录组信息的获取大多基于胡萝卜毛状根共生培养体系。考虑到毛状根并不是结构完整的、能够进行光合作用的寄主植物，从该体系获取的转录组数据可能无法准确呈现AMF与寄主植物共生的情况[76]。少量研究通过比对接种与非接种寄主植物根的RNA序列来获得AMF转录本信息[77]，但此种方法获得的AMF样本量十分有限。Kameoka等采用SMART seq2方法构建RNA-seq文库，并进行单细胞转录组测序；该流程对克服AMF转录组测序时样本容量小的问题具有较好的参考价值[78]。此外，有许多物种的转录组信息是在完成基因组测序的基础上通过多组学联用等技术获得的(见表 2中带“*”物种)。
| Species | Method | Object | Transcripts | GC/% | Unannotated/% | NCBI No. & Ref. |
| Archaeosporales | ||||||
| Ambispora leptoticha | Single-cell transcriptome | Quiescent spores | 139347 | 43 | 56.7 | PRJNA376430 [86] |
| Diversisporales | ||||||
| Acaulospora morrowiae | Single-cell transcriptome | Quiescent spores | 49516 | 43 | 48.6 | PRJNA376430 [86] |
| Diversispora versiformis | Single-cell transcriptome | Quiescent spores | 207252 | 47 | 48.1 | PRJNA376430 [86] |
| Gigaspora margarita* | Transcriptome | Germinating spores and hyphae | 86183 | 32 | 87.3 | PRJNA267628 [87] |
| Gigaspora rosea* | Transcriptome | Hyphae and spores | 86332 | 33 | 82.0 | PRJNA281451 [52] |
| Racocetra castanea | Single-cell transcriptome | Quiescent spores | 57737 | 33 | 71.0 | PRJNA376430 [86] |
| Scutellospora calospora | Single-cell transcriptome | Quiescent spores | 28680 | 33 | 41.7 | PRJNA376430 [86] |
| Glomerales | ||||||
| Claroideoglomus claroideum | Single-cell transcriptome | Quiescent spores | 36227 | 30 | 64.7 | PRJNA376430 [86] |
| Funneliformis mosseae | Single-cell transcriptome | Quiescent spores | 56258 | 33 | 60.9 | PRJNA376430 [86] |
| Rhizophagus diaphanus* | Transcriptome | Germinating hyphae | NA | 36 | NA | PRJNA209039 |
| Rhizophagus clarus* | Transcriptome | Hyphae and spores | 39663 | 37 | NA | [34] |
| Rhizophagus irregularis* | Transcriptome | Germinating spores and hyphae | 25906 | 34 | 58.2 | PRJNA274445 [66] |
| Paraglomerales | ||||||
| Paraglomus brasilianum | Single-cell transcriptome | Quiescent spores | 101297 | 41 | 60.5 | PRJNA376430 [86] |
| *: genome sequence available. | ||||||
与基因组情况类似，AMF转录组中也包含了大量功能未被注释的部分(表 2)。例如，玫瑰红巨孢囊霉中已被注释的转录本只占到18%，从一个侧面证明AMF基因组中很多功能未知的基因具有转录活性。基于GO、KEGG和KOG等数据库的聚类分析发现，已知功能的AMF转录本中包含的基因类型主要为：基础代谢相关基因[52, 66]、催化活性相关基因[52]、养分转运基因[8, 78]、参与信号转导途径(蛋白激酶)和蛋白互作(含有四肽复制域和WD-40结构域等)的基因[30, 79]以及大量的分泌蛋白基因[31, 80]。AMF转录组中大量养分交易、信号转导相关基因的表达与它们共生的生活方式是相适应的，也暗示不同AMF种类的基础代谢途径可能基本一致。AMF转录组的数据还显示，部分AMF有性生殖相关基因具有转录活性[63-64]，证明AMF拥有利用这类蛋白调控基因重组的潜力。
2.1 不同AMF类群的转录组特征作为一种能够快速适应环境变化的菌根类型，AMF具有高度的物种特异性；在转录层面上表现为种间和种内基因表达的差异，且这种差异在不同的分类水平上具有不同的呈现[30, 52]。
不同AMF种类的差异主要体现在转录组的大小上。以最常研究的球囊菌目和多胞囊菌目为例，多胞囊菌目内玫瑰红巨孢囊霉转录本的数目可以达到球囊菌目内异形根孢囊霉转录本数目的3倍以上(表 2)。这种差异可能与不同AMF种类基因组大小的差异有关，因为多胞囊菌目内物种基因组普遍大于比球囊菌目的基因组(表 1)。Tang等(2016)将玫瑰红巨孢囊霉比对到异形根孢囊霉转录组，发现有大量转录本无法被注释[52]，表明这两种AMF的转录本具有很高的特异性。
同种但不同菌株的AMF转录组之间可能也具有较大的差异。以已完成测序的AMF菌株最多的异形根孢囊霉为例，DAOM197198菌株中含有更多涉及信号通路的TKL蛋白，而菌株A1能够表达数量更多的ABC转运蛋白、脂肪酸去饱和酶和氨基酸转移酶；C2菌株能够表达更多的金属还原蛋白，A5菌株则能够表达更多的离子结合蛋白和转录因子IID (TEIID)的转录起始因子，以及RNA识别基元(motifs)和BED型锌指细胞调节因子。A4菌株的泛素和组蛋白结构域表达不足，而B3菌株则缺乏热休克蛋白Hsp70和氨基糖苷磷酸转移酶[30]。
2.2 AMF在不同共生阶段的转录组特征AMF的共生过程可以分为3个阶段：(1) 非共生阶段，短时间内孢子自主萌发和菌丝独立发育的阶段；(2) 前共生阶段，孢子受到寄主植物根系分泌的信号诱导后生长的阶段；(3) 共生阶段，AMF菌丝进入到植物根系细胞内，并分化出根内菌丝和根外菌丝[53]。而针对共生阶段AMF的侵染情况，该时期可被划分为早期共生阶段和共生完善阶段[81]。
目前对菌根形态的鉴别多依赖于显微观察，难以对处于不同共生阶段的AMF组织进行大规模筛选。因此，目前对不同共生阶段AMF进行转录组测序和分析的研究极少，仅见Morin等(2019)对AMF共生阶段和非共生阶段的转录组进行的比较研究[31]。与非共生阶段相比，AMF在共生时期有部分转录本表达上调，这被认为是与共生相关的转录本。共生相关的转录本占全部转录本的比例在不同AMF中存在较大差异，如异形根孢囊霉中共生相关的转录本占比为3.3%，而玫瑰红巨孢囊霉中则为8.3%[31]。这类共生相关转录本一般与其他AMF或姊妹门的腐生菌具有同源性，主要编码基础代谢有关的蛋白以及小型分泌蛋白，以及一些功能未知的蛋白。此外，该转录本中还有部分高度特异性的基因，大多编码一些功能未知的蛋白[31]。总体上，由于对AMF基因功能研究的欠缺，AMF转录组的注释仍存在许多空白。在后续研究中，对AMF未知功能基因的探索将会是值得关注的重点。
2.3 不同AMF结构的转录组特征AMF的结构可大致分为根内和根外两部分。AMF根外部分主要包括孢子(spores)、芽管(germ tubes)、匍匐菌丝(runner hyphae)以及分枝状吸收结构(branched absorbing structures)；其中孢子负责繁殖，芽管为孢子萌发初期形成的结构，匍匐菌丝主要负责养分运输，分枝状吸收结构主要负责土壤养分的吸收[82]。AMF在寄主植物根内的结构有根内菌丝(intraradical mycelia)、泡囊(vesicle)和丛枝(arbuscular)，分别负责养分的运输、储存以及与寄主植物进行养分交易[39]。在与寄主植物互作时，AMF根内和根外的结构在基因表达上具有一定的差异。
Kameoka等(2019)采用以SMART seq2方法构建RNA-seq文库的方式，对模式种异形根孢囊霉DAOM 197198不同菌根结构的转录本特征进行了研究，包括异形根孢囊霉的5种根外结构(成熟孢子、未成熟孢子、芽管、匍匐菌丝、分枝状吸收结构)和2种根内结构(根内菌丝和丛枝)[78]。结果表明，异形根孢囊霉转录组中有10%的基因具有在不同菌根结构内差异表达的特性，并且有许多基因只在一种结构上高度表达。GO分析进一步显示，芽管内富集了大量与G蛋白偶联受体信号通路相关的基因，表明在共生前期AMF与寄主间可能存在频繁的信息交流[24]；分枝状吸收结构内富集了大量与“跨膜转运”有关的基因，表明分枝状吸收结构可能具备吸收土壤养分的功能[83]；匍匐菌丝内富集了许多与蛋白磷酸化和硝酸同化有关的基因，表明N、P等营养在菌丝运输的过程中可能发生了形态的转化[66]；未成熟孢子内则富集了大量与DNA复制和细胞核分裂有关的基因，揭示了未成熟孢子内可能进行着活跃的有丝分裂活动；成熟孢子内富集的主要是与氧化还原过程和细胞氧化解毒有关的基因，可能涉及增强孢子的抗性。而在根内与寄主细胞密切接触的菌根结构(主要是丛枝)上，存在着许多与养分交换和转化有关的基因(如单糖转运子、醋酸盐转运子和负责铵合成的脲酶等)，这类基因在丛枝内的表达量普遍比根内菌丝中更高[78]，揭示丛枝是根内承担养分交易的主要结构。
AMF根内和根外菌根结构的基因表达也会受到寄主植物和土壤条件的影响。Bao等(2019)通过同位素示踪以及功能基因的表达特征分析研究了AMF与水稻的“养分交易”，发现淹水显著降低了AMF根内和根外结构的生物量；AMF向水稻的P供应量随着淹水强度的增加明显减少，且在水稻有较强养分需求的生理时期AMF供应的P要远高于其他发育时期[84]。Calabrese等(2019)发现，当土壤有效P含量较高时，根外菌丝过表达基因的数量达到了根内菌丝的46倍，而在低P条件下这种差距则会大大缩减[85]。这表明，当土壤中有效P含量较高时，真菌在吸收无机P方面投入的能量很少，但在与植物交换养分方面却非常活跃；相反，当土壤处于缺P状态时，根外菌丝需要投入大量的能量来吸收土壤中的P，而与植物交换养分的活动则会随之减少。简而言之，AMF可以通过感知寄主植物需求以及外部环境调控其自身基因的表达，进而改变能量和物质在不同菌根结构中的分配。
2.4 AMF应对不同寄主的转录组特征通常认为，AMF对寄主植物的选择不具有明显的专一性。一种AMF能够同时侵染同种或不同种的寄主植物[31]，如异形根孢囊霉可以同时侵染毛果杨(Populus trichocarpa)和高粱(Sorghum bicolor)根系[85]。当同种AMF与不同的寄主植物进行共生时，AMF的转录本可能会存在差异。
当AMF同时与2种及以上的寄主植物共生时，AMF转录本的差异首先体现在与养分交换及运输相关的基因上。Calabrese等(2019)研究了高P和低P条件下异形根孢囊霉BEG75接种对毛果杨和高粱转录组的影响[85]。结果发现，高P条件下毛果杨接种AMF诱导的差异基因表达数量是高粱的10倍；同时，毛果杨中上调的基因大多与泡囊代谢、脂肪酸代谢以及N、P、糖和水的运输有关，而高粱中上调的基因大多与泡囊运输、脂质结合、硝酸盐还原和一般的养分运输有关，表明AMF对不同寄主养分分配的调节可能存在着差异。因此，AMF在与不同的寄主植物共生时会有一部分负责参与物质运输的基因进行固定表达，同时也会根据不同寄主植物的养分需求来调节基因的表达，进而调控养分的吸收及其分配。
AMF与不同寄主植物共生也涉及不同的信号交流过程，其中分泌蛋白被普遍认为是最有可能充当信号物质的对象。Zeng等(2018)发现，异形根孢囊霉在共生时期根内菌丝和丛枝中表达量更高的部分分泌蛋白含有核定位信号；他们通过荧光标记在寄主细胞中定位了该信号，证明了AMF的分泌蛋白能够与寄主细胞互作[80]。Zeng等(2018)利用双室系统种植不同寄主植物，包括蒺藜苜蓿(Medicago truncatula)、香葱(Allium schoenoprasum)、烟草(Nicotiana benthamiana)，探究了异形根孢囊霉接种时转录本的响应差异[80]。结果发现，异形根孢囊霉大约有86%的分泌蛋白在供试植物中表达量是一致的，表明AMF的分泌蛋白在与不同寄主共生时具有较高的保守性[80]；剩余分泌蛋白(约占14%)的表达则受到寄主植物种类的影响，可能是通过响应寄主植物信号分子进而调控其共生效率以及形成对寄主的偏好性。
对于丛枝菌根这种广泛而重要的共生关系，以往的研究基本局限在寄主植物方面，而对于AMF方面的生理、分子层面的理解极为有限。尽管目前对于AMF转录组学的研究仍然偏少，但是已有的研究已经在较大程度上提高了对AMF不同共生结构、共生阶段以及与不同寄主相互作用等方面的理解。可以预见，伴随着测序技术的进步和AMF基因组学的发展，AMF转录组学的研究将在接下来的几年内迎来跨越式的发展。
3 总结与展望AMF基因组和转录组的研究极大地加深了对AMF这类古老而重要微生物类群的理解。AMF基因组测序揭示了其基因组数量大、可变性高的特点；而缺乏植物细胞壁多糖降解酶以及脂肪酸合酶的相关基因验证了AMF严格共生生活方式的基因特点；此外，在AMF基因组中发现的有性生殖相关基因结构域为AMF的遗传方式提供了新的认识。AMF转录组研究初步揭示了不同的AMF结构、共生阶段以及应对不同类型寄主植物时AMF的转录本的差异，这种差异与不同条件下AMF的代谢特征是相适应的。以上在基因组和转录组层面开展的研究为深入理解AMF的生活特征、与寄主植物的互作方式以及对环境的适应性提供了重要参考。
近年来，基因组学和转录组学研究在高通量测序、多组学联用等技术推动下发展迅速。课题组成员前期结合宏基因组、宏转录组等研究手段深入解析了酸性矿山废水中细菌[22, 88]、古菌[21]群落的基因组和转录组特征。AMF的基础和应用研究在国际上受到广泛关注，但是目前对AMF基因组、转录组等方面的认识还存在较大的不足，后续研究有以下几个方面值得特别关注。
首先，AMF纯培养技术的革新。作为一种营专性共生的真菌，AMF目前仍无法实现真正意义上的纯培养，严重阻碍了AMF基因组和转录组的研究。最新研究通过脂肪酸的添加在一定程度上实现了纯培养，如何利用脂肪酸提高AMF的产孢率以及实现完全的纯培养将是值得重点关注的方向[32, 78]。
其次，AMF基因组中大量未知功能基因的解析。我们对AMF与寄主植物共生机制缺乏认识的一个重要原因在于大量AMF基因无法通过已有的基因组信息进行很好的注释，因此亟需结合实验手段和生物信息学技术对这些未知基因的功能进行挖掘和解析。基于分离培养和比较基因组学对不同种类的AMF进行研究为解决这一问题提供了思路[23]。
再次，对非模式AMF类群的基因组和转录组的研究。目前已有的AMF测序工作主要集中在AMF的模式种异形根孢囊霉以及少数几个代表性AMF种类。后续应开展对目前所知甚少且演化上更为古老的原囊菌目和类球囊菌目中的AMF开展研究，以更全面地了解AMF类群的整体特征以及在不同分类水平上的基因组和转录组特征。
最后，AMF蛋白组层面的研究。目前关于AMF基因翻译水平的信息极为缺乏，已有的AMF蛋白质层面的信息都是通过对AMF基因组、转录组信息进行预测获得，而直接对AMF蛋白质的检测、分离和功能鉴定的研究几乎未见报道。鸟枪法蛋白质组学的发展或许能够为AMF蛋白组的研究提供新的方法[89]。对于以上几个方向的研究将进一步加深对AMF的认识，并推动AMF在农林牧与环境领域的大规模应用。
致谢
感谢两位匿名审稿人为本文提出的建设性意见！
| [1] | Brundrett MC, Tedersoo L. Evolutionary history of mycorrhizal symbioses and global host plant diversity. New Phytologist, 2018, 220(4): 1108-1115. DOI:10.1111/nph.14976 |
| [2] | Wang YT, Li YW, Li SS, Rosendahl S. Ignored diversity of arbuscular mycorrhizal fungi in co-occurring mycotrophic and non-mycotrophic plants. Mycorrhiza, 2021, 31(1): 93-102. DOI:10.1007/s00572-020-00997-1 |
| [3] | Tedersoo L, Bahram M, Zobel M. How mycorrhizal associations drive plant population and community biology. Science, 2020, 367(6480): eaba1223. DOI:10.1126/science.aba1223 |
| [4] | Wang B, Qiu YL. Phylogenetic distribution and evolution of mycorrhizas in land plants. Mycorrhiza, 2006, 16(5): 299-363. DOI:10.1007/s00572-005-0033-6 |
| [5] | Wickett NJ, Mirarab S, Nguyen N, Warnow T, Carpenter E, Matasci N, Ayyampalayam S, Barker MS, Burleigh JG, Gitzendanner MA, Ruhfel BR, Wafula E, Der JP, Graham SW, Mathews S, Melkonian M, Soltis DE, Soltis PS, Miles NW, Rothfels CJ, Pokorny L, Shaw AJ, DeGironimo L, Stevenson DW, Surek B, Villarreal JC, Roure B, Philippe H, de Pamphilis CW, Chen T, Deyholos MK, Baucom RS, Kutchan TM, Augustin MM, Wang J, Zhang Y, Tian ZJ, Yan ZX, Wu XL, Sun X, Wong GKS, Leebens-Mack J. Phylotranscriptomic analysis of the origin and early diversification of land plants. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2014, 111(45): E4859-E4868. DOI:10.1073/pnas.1323926111 |
| [6] | Compant S, van der Heijden MGA, Sessitsch A. Climate change effects on beneficial plant-microorganism interactions. FEMS Microbiology Ecology, 2010, 73(2): 197-214. |
| [7] | Li T, Hu YJ, Hao ZP, Li H, Wang YS, Chen BD. First cloning and characterization of two functional aquaporin genes from an arbuscular mycorrhizal fungus Glomus intraradices. New Phytologist, 2013, 197(2): 617-630. DOI:10.1111/nph.12011 |
| [8] | Garcia K, Doidy J, Zimmermann SD, Wipf D, Courty PE. Take a trip through the plant and fungal transportome of mycorrhiza. Trends in Plant Science, 2016, 21(11): 937-950. DOI:10.1016/j.tplants.2016.07.010 |
| [9] | Hu RY, Beguiristain T, Junet A, Leyval C. No significant transfer of the rare earth element samarium from spiked soil to alfalfa by Funneliformis mosseae. Mycorrhiza, 2020, 30(6): 761-771. DOI:10.1007/s00572-020-00991-7 |
| [10] | Bravo A, Brands M, Wewer V, Dörmann P, Harrison MJ. Arbuscular mycorrhiza-specific enzymes FatM and RAM2 fine-tune lipid biosynthesis to promote development of arbuscular mycorrhiza. New Phytologist, 2017, 214(4): 1631-1645. DOI:10.1111/nph.14533 |
| [11] | Jiang YN, Wang WX, Xie QJ, Liu N, Liu LX, Wang DP, Zhang XW, Yang C, Chen XY, Tang DZ, Wang ET. Plants transfer lipids to sustain colonization by mutualistic mycorrhizal and parasitic fungi. Science, 2017, 356(6343): 1172-1175. DOI:10.1126/science.aam9970 |
| [12] | Luginbuehl LH, Menard GN, Kurup S, Van Erp H, Radhakrishnan GV, Breakspear A, Oldroyd GED, Eastmond PJ. Fatty acids in arbuscular mycorrhizal fungi are synthesized by the host plant. Science, 2017, 356(6343): 1175-1178. DOI:10.1126/science.aan0081 |
| [13] | Keymer A, Gutjahr C. Cross-kingdom lipid transfer in arbuscular mycorrhiza symbiosis and beyond. Current Opinion in Plant Biology, 2018, 44: 137-144. DOI:10.1016/j.pbi.2018.04.005 |
| [14] | Leake J, Johnson D, Donnelly D, Muckle G, Boddy L, Read D. Networks of power and influence: the role of mycorrhizal mycelium in controlling plant communities and agroecosystem functioning. Canadian Journal of Botany, 2004, 82(8): 1016-1045. DOI:10.1139/b04-060 |
| [15] | van der Heijden MGA, Martin FM, Selosse MA, Sanders IR. Mycorrhizal ecology and evolution: the past, the present, and the future. New Phytologist, 2015, 205(4): 1406-1423. DOI:10.1111/nph.13288 |
| [16] | Kobae Y, Ohtomo R. An improved method for bright-field imaging of arbuscular mycorrhizal fungi in plant roots. Soil Science and Plant Nutrition, 2016, 62(1): 27-30. DOI:10.1080/00380768.2015.1106923 |
| [17] | Liu F, Xu YJ, Han GM, Wang W, Li XY, Cheng BJ. Identification and functional characterization of a maize phosphate transporter induced by mycorrhiza formation. Plant and Cell Physiology, 2018, 59(8): 1683-1694. DOI:10.1093/pcp/pcy094 |
| [18] | Pel R, Dupin S, Schat H, Ellers J, Kiers ET, van Straalen NM. Growth benefits provided by different arbuscular mycorrhizal fungi to Plantago lanceolata depend on the form of available phosphorus. European Journal of Soil Biology, 2018, 88: 89-96. DOI:10.1016/j.ejsobi.2018.07.004 |
| [19] | Pauline CN, Ewen FK. Whole genome sequencing. Genetic Variation, 2010, 628(1): 215-226. |
| [20] | Land M, Hauser L, Jun SR, Nookaew I, Leuze MR, Ahn TH, Karpinets T, Lund O, Kora G, Wassenaar T, Poudel S, Ussery DW. Insights from 20 years of bacterial genome sequencing. Functional & Integrative Genomics, 2015, 15(2): 141-161. |
| [21] | Chen LX, Méndez-García C, Dombrowski N, Servín-Garcidueñas LE, Eloe-Fadrosh EA, Fang BZ, Luo ZH, Tan S, Zhi XY, Hua ZS, Martinez-Romero E, Woyke T, Huang LN, Sánchez J, Peláez AI, Ferrer M, Baker BJ, Shu WS. Metabolic versatility of small Archaea Micrarchaeota and Parvarchaeota. The ISME Journal, 2018, 12(3): 756-775. DOI:10.1038/s41396-017-0002-z |
| [22] | Tan S, Liu J, Fang Y, Hedlund BP, Lian ZH, Huang LY, Li JT, Huang LN, Li WJ, Jiang HC, Dong HL, Shu WS. Insights into ecological role of a new deltaproteobacterial order Candidatus Acidulodesulfobacterales by metagenomics and metatranscriptomics. The ISME Journal, 2019, 13(8): 2044-2057. DOI:10.1038/s41396-019-0415-y |
| [23] | Chen MY, Teng WK, Zhao L, Hu CX, Zhou YK, Han BP, Song LR, Shu WS. Comparative genomics reveals insights into cyanobacterial evolution and habitat adaptation. The ISME Journal, 2021, 15(1): 211-227. DOI:10.1038/s41396-020-00775-z |
| [24] | Tisserant E, Malbreil M, Kuo A, Kohler A, Symeonidi A, Balestrini R, Charron P, Duensing N, Frei Dit Frey N, Gianinazzi-Pearson V, Gilbert LB, Handa Y, Herr JR, Hijri M, Koul R, Kawaguchi M, Krajinski F, Lammers PJ, Masclaux FG, Murat C, Morin E, Ndikumana S, Pagni M, Petitpierre D, Requena N, Rosikiewicz P, Riley R, Saito K, San Clemente H, Shapiro H, Van Tuinen D, Bécard G, Bonfante P, Paszkowski U, Shachar-Hill YY, Tuskan GA, Young JP, Sanders IR, Henrissat B, Rensing SA, Grigoriev IV, Corradi N, Roux C, Martin F. Genome of an arbuscular mycorrhizal fungus provides insight into the oldest plant symbiosis. Proceedings of the National Academy of Sciences of United States of America, 2013, 111(50): 20117-20122. |
| [25] | Jiang ZH, Zhou X, Li R, Michal JJ, Zhang SW, Dodson MV, Zhang ZW, Harland RM. Whole transcriptome analysis with sequencing: methods, challenges and potential solutions. Cellular and Molecular Life Sciences, 2015, 72(18): 3425-3439. DOI:10.1007/s00018-015-1934-y |
| [26] | 唐年武. 基于RNA-seq的丛枝菌根真菌Gigaspora rosea基因构成及其共生发育相关基因的分析. 华中农业大学博士学位论文, 2016. |
| [27] | Becquer A, Garcia K, Amenc L, Rivard C, Doré J, Trives-Segura C, Szponarski W, Russet S, Baeza Y, Lassalle-Kaiser B, Gay G, Zimmermann SD, Plassard C. The Hebeloma cylindrosporum HcPT2 Pi transporter plays a key role in ectomycorrhizal symbiosis. New Phytologist, 2018, 220(4): 1185-1199. DOI:10.1111/nph.15281 |
| [28] | Kohler A, Kuo A, Nagy LG, Morin E, Barry KW, Buscot F, Canbäck B, Choi C, Cichocki N, Clum A, Colpaert J, Copeland A, Costa MD, Doré J, Floudas D, Gay G, Girlanda M, Henrissat B, Herrmann S, Hess J, Högberg N, Johansson T, Khouja HR, LaButti K, Lahrmann U, Levasseur A, Lindquist EA, Lipzen A, Marmeisse R, Martino E, Murat C, Ngan CY, Nehls U, Plett JM, Pringle A, Ohm RA, Perotto S, Peter M, Riley R, Rineau F, Ruytinx J, Salamov A, Shah F, Sun H, Tarkka M, Tritt A, Veneault-Fourrey C, Zuccaro A, Tunlid A, Grigoriev IV, Hibbett DS, Martin F. Convergent losses of decay mechanisms and rapid turnover of symbiosis genes in mycorrhizal mutualists. Nature Genetics, 2015, 47(4): 410-415. DOI:10.1038/ng.3223 |
| [29] | Ropars J, Toro KS, Noel J, Pelin A, Charron P, Farinelli L, Marton T, Krüger M, Fuchs J, Brachmann A, Corradi N. Evidence for the sexual origin of heterokaryosis in arbuscular mycorrhizal fungi. Nature Microbiology, 2016, 1: 16033. DOI:10.1038/nmicrobiol.2016.33 |
| [30] | Chen ECH, Morin E, Beaudet D, Noel J, Yildirir G, Ndikumana S, Charron P, St-Onge C, Giorgi J, Krüger M, Marton T, Ropars J, Grigoriev IV, Hainaut M, Henrissat B, Roux C, Martin F, Corradi N. High intraspecific genome diversity in the model arbuscular mycorrhizal symbiont Rhizophagus irregularis. New Phytologist, 2018, 220(4): 1161-1171. DOI:10.1111/nph.14989 |
| [31] | Morin E, Miyauchi S, San Clemente H, Chen ECH, Pelin A, De La Providencia I, Ndikumana S, Beaudet D, Hainaut M, Drula E, Kuo A, Tang N, Roy S, Viala J, Henrissat B, Grigoriev IV, Corradi N, Roux C, Martin FM. Comparative genomics of Rhizophagus irregularis, R. cerebriforme, R. diaphanus and Gigaspora rosea highlights specific genetic features in Glomeromycotina. New Phytologist, 2019, 222(3): 1584-1598. DOI:10.1111/nph.15687 |
| [32] | Sugiura Y, Akiyama R, Tanaka S, Yano K, Kameoka H, Marui S, Saito M, Kawaguchi M, Akiyama K, Saito K. Myristate can be used as a carbon and energy source for the asymbiotic growth of arbuscular mycorrhizal fungi. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2020, 117(41): 25779-25788. DOI:10.1073/pnas.2006948117 |
| [33] | Kameoka H, Tsutsui I, Saito K, Kikuchi Y, Handa Y, Ezawa T, Hayashi H, Kawaguchi M, Akiyama K. Stimulation of asymbiotic sporulation in arbuscular mycorrhizal fungi by fatty acids. Nature Microbiology, 2019, 4(10): 1654-1660. DOI:10.1038/s41564-019-0485-7 |
| [34] | Kobayashi Y, Maeda T, Yamaguchi K, Kameoka H, Tanaka S, Ezawa T, Shigenobu S, Kawaguchi M. The genome of Rhizophagus clarus HR1 reveals a common genetic basis for auxotrophy among arbuscular mycorrhizal fungi. BMC Genomics, 2018, 19(1): 1-11. DOI:10.1186/s12864-017-4368-0 |
| [35] | Lanfranco L, Young JPW. Genetic and genomic glimpses of the elusive arbuscular mycorrhizal fungi. Current Opinion in Plant Biology, 2012, 15(4): 454-461. DOI:10.1016/j.pbi.2012.04.003 |
| [36] | Kokkoris V, Chagnon PL, Yildirir G, Clarke K, Goh D, MacLean AM, Dettman J, Stefani F, Corradi N. Host identity influences nuclear dynamics in arbuscular mycorrhizal fungi. Current Biology, 2021, 31(7): 1531-1538. DOI:10.1016/j.cub.2021.01.035 |
| [37] | Martin F, Gianinazzi-Pearson V, Hijri M, Lammers P, Requena N, Sanders IR, Shachar-Hill Y, Shapiro H, Tuskan GA, Young JPW. The long hard road to a completed Glomus intraradices genome. New Phytologist, 2008, 180(4): 747-750. DOI:10.1111/j.1469-8137.2008.02671.x |
| [38] | Barman J, Samanta A, Saha B, Datta S. Mycorrhiza. Resonance, 2016, 21(12): 1093-1104. DOI:10.1007/s12045-016-0421-6 |
| [39] | Parniske M. Arbuscular mycorrhiza: the mother of plant root endosymbioses. Nature Reviews Microbiology, 2008, 6(10): 763-775. DOI:10.1038/nrmicro1987 |
| [40] | Redecker D, Schüßler A, Stockinger H, Stürmer SL, Morton JB, Walker C. An evidence-based consensus for the classification of arbuscular mycorrhizal fungi (Glomeromycota). Mycorrhiza, 2013, 23(7): 515-531. DOI:10.1007/s00572-013-0486-y |
| [41] | Spatafora JW, Chang Y, Benny GL, Lazarus K, Smith ME, Berbee ML, Bonito G, Corradi N, Grigoriev I, Gryganskyi A, James TY, O'Donnell K, Roberson RW, Taylor TN, Uehling J, Vilgalys R, White MM, Stajich JE. A Phylum-level phylogenetic classification of zygomycete fungi based on genome-scale data. Mycologia, 2016, 108(5): 1028-1046. DOI:10.3852/16-042 |
| [42] | Bonfante P, Venice F. Mucoromycota: going to the roots of plant-interacting fungi. Fungal Biology Reviews, 2020, 34(2): 100-113. DOI:10.1016/j.fbr.2019.12.003 |
| [43] | Bruns TD, Corradi N, Redecker D, Taylor JW, Öpik M. Glomeromycotina: what is a species and why should we care?. New Phytologist, 2018, 220(4): 963-967. DOI:10.1111/nph.14913 |
| [44] | Sanders IR. Sex, plasticity, and biologically significant variation in one Glomeromycotina species. New Phytologist, 2018, 220(4): 968-970. DOI:10.1111/nph.15049 |
| [45] | Gosling P, Proctor M, Jones J, Bending GD. Distribution and diversity of Paraglomus spp. in tilled agricultural soils. Mycorrhiza, 2014, 24(1): 1-11. DOI:10.1007/s00572-013-0505-z |
| [46] | Bills RJ, Morton JB. A combination of morphology and 28S rRNA gene sequences provide grouping and ranking criteria to merge eight into three Ambispora species (Ambisporaceae, Glomeromycota). Mycorrhiza, 2015, 25(6): 485-498. DOI:10.1007/s00572-015-0626-7 |
| [47] | Miyauchi S, Kiss E, Kuo A, Drula E, Kohler A, Sánchez-García M, Morin E, Andreopoulos B, Barry KW, Bonito G, Buée M, Carver A, Chen C, Cichocki N, Clum A, Culley D, Crous PW, Fauchery L, Girlanda M, Hayes RD, Kéri Z, LaButti K, Lipzen A, Lombard V, Magnuson J, Maillard F, Murat C, Nolan M, Ohm RA, Pangilinan J, de Freitas Pereira M, Perotto S, Peter M, Pfister S, Riley R, Sitrit Y, Benjamin Stielow J, Szöllősi G, Žifčáková L, Štursová M, Spatafora JW, Tedersoo L, Vaario LM, Yamada A, Yan M, Wang PF, Xu JP, Bruns T, Baldrian P, Vilgalys R, Dunand C, Henrissat B, Grigoriev IV, Hibbett D, Nagy LG, Martin FM. Large-scale genome sequencing of mycorrhizal fungi provides insights into the early evolution of symbiotic traits. Nature Communications, 2020, 11: 5125. DOI:10.1038/s41467-020-18795-w |
| [48] | Holland PWH, Marlétaz F, Maeso I, Dunwell TL, Paps J. New genes from old: asymmetric divergence of gene duplicates and the evolution of development. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences, 2017, 372(1713): 20150480. DOI:10.1098/rstb.2015.0480 |
| [49] | Angelard C, Tanner CJ, Fontanillas P, Niculita-Hirzel H, Masclaux F, Sanders IR. Rapid genotypic change and plasticity in arbuscular mycorrhizal fungi is caused by a host shift and enhanced by segregation. The ISME Journal, 2014, 8(2): 284-294. DOI:10.1038/ismej.2013.154 |
| [50] | Sędzielewska KA, Fuchs J, Temsch EM, Baronian K, Watzke R, Kunze G. Estimation of the Glomus intraradices nuclear DNA content. New Phytologist, 2011, 192(4): 794-797. DOI:10.1111/j.1469-8137.2011.03937.x |
| [51] | Chen EC, Mathieu S, Hoffrichter A, Sedzielewska-Toro K, Peart M, Pelin A, Ndikumana S, Ropars J, Dreissig S, Fuchs J, Brachmann A, Corradi N. Single nucleus sequencing reveals evidence of inter-nucleus recombination in arbuscular mycorrhizal fungi. Elife, 2018, 7(1): e39813-e39830. |
| [52] | Tang NW, San Clemente H, Roy S, Bécard G, Zhao B, Roux C. A survey of the gene repertoire of Gigaspora rosea unravels conserved features among glomeromycota for obligate biotrophy. Frontiers in Microbiology, 2016, 7: 233. DOI:10.3389/fmicb.2016.00233/pdf |
| [53] | Malbreil M, Tisserant E, Martin F, Roux C. Genomics of arbuscular mycorrhizal fungi. Advances in Botanical Research. Amsterdam: Elsevier, 2014: 259-290. |
| [54] | Feschotte C, Jiang N, Wessler SR. Plant transposable elements: where genetics meets genomics. Nature Reviews Genetics, 2002, 3(5): 329-341. DOI:10.1038/nrg793 |
| [55] | Murphy TR, Xiao R, Hamilton-Brehm SD. Hybrid genome de novo assembly with methylome analysis of the anaerobic thermophilic subsurface bacterium Thermanaerosceptrum fracticalcis strain DRI-13.T. BMC Genomics, 2021, 22(1): 1-16. DOI:10.1186/s12864-020-07350-y |
| [56] | Malinovsky FG, Fangel JU, Willats WGT. The role of the cell wall in plant immunity. Frontiers in Plant Science, 2014, 5: 178. |
| [57] | Chen M, Bruisson S, Bapaume L, Darbon G, Glauser G, Schorderet M, Reinhardt D. VAPYRIN attenuates defence by repressing PR gene induction and localized lignin accumulation during arbuscular mycorrhizal symbiosis of Petunia hybrida. New Phytologist, 2021, 229(6): 3481-3496. DOI:10.1111/nph.17109 |
| [58] | Bago B, Pfeffer PE, Abubaker J, Jun J, Allen JW, Brouillette J, Douds DD, Lammers PJ, Shachar-Hill Y. Carbon export from arbuscular mycorrhizal roots involves the translocation of carbohydrate as well as lipid. Plant Physiology, 2003, 131(3): 1496-1507. DOI:10.1104/pp.102.007765 |
| [59] | Teichmann B, Linne U, Hewald S, Marahiel MA, Bölker M. A biosynthetic gene cluster for a secreted cellobiose lipid with antifungal activity from Ustilago maydis. Molecular Microbiology, 2007, 66(2): 525-533. DOI:10.1111/j.1365-2958.2007.05941.x |
| [60] | Wewer V, Brands M, Dörmann P. Fatty acid synthesis and lipid metabolism in the obligate biotrophic fungus Rhizophagus irregularis during mycorrhization of Lotus japonicus. The Plant Journal, 2014, 79(3): 398-412. DOI:10.1111/tpj.12566 |
| [61] | Trépanier M, Bécard G, Moutoglis P, Willemot C, Gagné S, Avis TJ, Rioux JA. Dependence of arbuscular-mycorrhizal fungi on their plant host for palmitic acid synthesis. Applied and Environmental Microbiology, 2005, 71(9): 5341-5347. DOI:10.1128/AEM.71.9.5341-5347.2005 |
| [62] | Vangelisti A, Turrini A, Sbrana C, Avio L, Giordani T, Natali L, Giovannetti M, Cavallini A. Gene expression in Rhizoglomus irregulare at two different time points of mycorrhiza establishment in Helianthus annuus roots, as revealed by RNA-seq analysis. Mycorrhiza, 2020, 30(2/3): 373-387. DOI:10.1007/s00572-020-00950-2 |
| [63] | Halary S, Malik SB, Lildhar L, Slamovits CH, Hijri M, Corradi N. Conserved meiotic machinery in Glomus spp., a putatively ancient asexual fungal lineage. Genome Biology and Evolution, 2011, 3: 950-958. DOI:10.1093/gbe/evr089 |
| [64] | Riley R, Corradi N. Searching for clues of sexual reproduction in the genomes of arbuscular mycorrhizal fungi. Fungal Ecology, 2013, 6(1): 44-49. DOI:10.1016/j.funeco.2012.01.010 |
| [65] | Riley R, Charron P, Idnurm A, Farinelli L, Dalpé Y, Martin F, Corradi N. Extreme diversification of the mating type-high-mobility group (MATA-HMG) gene family in a plant-associated arbuscular mycorrhizal fungus. New Phytologist, 2014, 201(1): 254-268. DOI:10.1111/nph.12462 |
| [66] | Tisserant E, Kohler A, Dozolme-Seddas P, Balestrini R, Benabdellah K, Colard A, Croll D, Da Silva C, Gomez SK, Koul R, Ferrol N, Fiorilli V, Formey D, Franken P, Helber N, Hijri M, Lanfranco L, Lindquist E, Liu Y, Malbreil M, Morin E, Poulain J, Shapiro H, van Tuinen D, Waschke A, Azcón-Aguilar C, Bécard G, Bonfante P, Harrison MJ, Küster H, Lammers P, Paszkowski U, Requena N, Rensing SA, Roux C, Sanders IR, Shachar-Hill Y, Tuskan G, Young JPW, Gianinazzi-Pearson V, Martin F. The transcriptome of the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus intraradices (DAOM 197198) reveals functional tradeoffs in an obligate symbiont. New Phytologist, 2012, 193(3): 755-769. DOI:10.1111/j.1469-8137.2011.03948.x |
| [67] | Bunn RA, Simpson DT, Bullington LS, Lekberg Y, Janos DP. Revisiting the 'direct mineral cycling' hypothesis: arbuscular mycorrhizal fungi colonize leaf litter, but why?. The ISME Journal, 2019, 13(8): 1891-1898. DOI:10.1038/s41396-019-0403-2 |
| [68] | Helber N, Wippel K, Sauer N, Schaarschmidt S, Hause B, Requena N. A versatile monosaccharide transporter that operates in the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus sp. is crucial for the symbiotic relationship with plants. The Plant Cell, 2011, 23(10): 3812-3823. DOI:10.1105/tpc.111.089813 |
| [69] | Zhang L, Feng G, Declerck S. Signal beyond nutrient, fructose, exuded by an arbuscular mycorrhizal fungus triggers phytate mineralization by a phosphate solubilizing bacterium. The ISME Journal, 2018, 12(10): 2339-2351. DOI:10.1038/s41396-018-0171-4 |
| [70] | Wang XX, Hoffland E, Feng G, Kuyper TW. Phosphate uptake from phytate due to hyphae-mediated phytase activity by arbuscular mycorrhizal maize. Frontiers in Plant Science, 2017, 8: 684. DOI:10.3389/fpls.2017.00684 |
| [71] | Sun XP, Chen WB, Ivanov S, MacLean AM, Wight H, Ramaraj T, Mudge J, Harrison MJ, Fei ZJ. Genome and evolution of the arbuscular mycorrhizal fungus Diversispora epigaea (formerly Glomus versiforme) and its bacterial endosymbionts. New Phytologist, 2019, 221(3): 1556-1573. DOI:10.1111/nph.15472 |
| [72] | Venice F, Ghignone S, Salvioli di Fossalunga A, Amselem J, Novero M, Xie XN, Sędzielewska Toro K, Morin E, Lipzen A, Grigoriev IV, Henrissat B, Martin FM, Bonfante P. At the Nexus of three kingdoms: the genome of the mycorrhizal fungus Gigaspora margarita provides insights into plant, endobacterial and fungal interactions. Environmental Microbiology, 2020, 22(1): 122-141. DOI:10.1111/1462-2920.14827 |
| [73] | Uehling J, Gryganskyi A, Hameed K, Tschaplinski T, Misztal PK, Wu S, Desirò A, Vande Pol N, Du Z, Zienkiewicz A, Zienkiewicz K, Morin E, Tisserant E, Splivallo R, Hainaut M, Henrissat B, Ohm R, Kuo A, Yan J, Lipzen A, Nolan M, LaButti K, Barry K, Goldstein AH, Labbé J, Schadt C, Tuskan G, Grigoriev I, Martin F, Vilgalys R, Bonito G. Comparative genomics of Mortierella elongata and its bacterial endosymbiont Mycoavidus cysteinexigens. Environmental Microbiology, 2017, 19(8): 2964-2983. DOI:10.1111/1462-2920.13669 |
| [74] | Wang L, Chen W, Feng Y, Ren Y, Gu ZN, Chen HQ, Wang HC, Thomas MJ, Zhang BX, Berquin IM, Li Y, Wu JS, Zhang HX, Song YD, Liu X, Norris JS, Wang S, Du P, Shen JG, Wang N, Yang YL, Wang W, Feng L, Ratledge C, Zhang H, Chen YQ. Genome characterization of the oleaginous fungus Mortierella alpina. PLoS ONE, 2011, 6(12): e28319. DOI:10.1371/journal.pone.0028319 |
| [75] | Corrochano LM, Kuo A, Marcet-Houben M, Polaino S, Salamov A, Villalobos-Escobedo JM, Grimwood J, Álvarez MI, Avalos J, Bauer D, Benito EP, Benoit I, Burger G, Camino LP, Cánovas D, Cerdá-Olmedo E, Cheng JF, Domínguez A, Eliáš M, Eslava AP, Glaser F, Gutiérrez G, Heitman J, Henrissat B, Iturriaga EA, Lang BF, Lavín JL, Lee SC, Li WJ, Lindquist E, López-García S, Luque EM, Marcos AT, Martin J, McCluskey K, Medina HR, Miralles-Durán A, Miyazaki A, Muñoz-Torres E, Oguiza JA, Ohm RA, Olmedo M, Orejas M, Ortiz-Castellanos L, Pisabarro AG, Rodríguez-Romero J, Ruiz-Herrera J, Ruiz-Vázquez R, Sanz C, Schackwitz W, Shahriari M, Shelest E, Silva-Franco F, Soanes D, Syed K, Tagua VG, Talbot NJ, Thon MR, Tice H, de Vries RP, Wiebenga A, Yadav JS, Braun EL, Baker SE, Garre V, Schmutz J, Horwitz BA, Torres-Martínez S, Idnurm A, Herrera-Estrella A, Gabaldón T, Grigoriev IV. Expansion of signal transduction pathways in fungi by extensive genome duplication. Current Biology, 2016, 26(12): 1577-1584. DOI:10.1016/j.cub.2016.04.038 |
| [76] | Tsuzuki S, Handa Y, Takeda N, Kawaguchi M. Strigolactone-induced putative secreted protein 1 is required for the establishment of symbiosis by the arbuscular mycorrhizal fungus Rhizophagus irregularis. Molecular Plant-Microbe Interactions®, 2016, 29(4): 277-286. DOI:10.1094/MPMI-10-15-0234-R |
| [77] | Ruzicka D, Chamala S, Barrios-Masias FH, Martin F, Smith S, Jackson LE, Barbazuk WB, Schachtman DP. Inside arbuscular mycorrhizal roots-molecular probes to understand the symbiosis. The Plant Genome, 2013, 6(2). |
| [78] | Kameoka H, Maeda T, Okuma N, Kawaguchi M. Structure-specific regulation of nutrient transport and metabolism in arbuscular mycorrhizal fungi. Plant and Cell Physiology, 2019, 60(10): 2272-2281. DOI:10.1093/pcp/pcz122 |
| [79] | Garcia K, Delaux PM, Cope KR, Ané JM. Molecular signals required for the establishment and maintenance of ectomycorrhizal symbioses. New Phytologist, 2015, 208(1): 79-87. DOI:10.1111/nph.13423 |
| [80] | Zeng T, Holmer R, Hontelez J, te Lintel-Hekkert B, Marufu L, de Zeeuw T, Wu FY, Schijlen E, Bisseling T, Limpens E. Host- and stage-dependent secretome of the arbuscular mycorrhizal fungus Rhizophagus irregularis. The Plant Journal, 2018, 94(3): 411-425. DOI:10.1111/tpj.13908 |
| [81] | Schweiger R, Baier MC, Müller C. Arbuscular mycorrhiza-induced shifts in foliar metabolism and photosynthesis mirror the developmental stage of the symbiosis and are only partly driven by improved phosphate uptake. Molecular Plant-Microbe Interactions, 2014, 27(12): 1403-1412. DOI:10.1094/MPMI-05-14-0126-R |
| [82] | Bago B, Azcón-Aguilar C, Piché Y. Architecture and developmental dynamics of the external mycelium of the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus intraradices grown under monoxenic conditions. Mycologia, 1998, 90(1): 52-62. DOI:10.2307/3761011 |
| [83] | Tian CJ, Kasiborski B, Koul R, Lammers PJ, Bücking H, Shachar-Hill Y. Regulation of the nitrogen transfer pathway in the arbuscular mycorrhizal symbiosis: gene characterization and the coordination of expression with nitrogen flux. Plant Physiology, 2010, 153(3): 1175-1187. DOI:10.1104/pp.110.156430 |
| [84] | Bao XZ, Wang YT, Olsson PA. Arbuscular mycorrhiza under water-Carbon-phosphorus exchange between rice and arbuscular mycorrhizal fungi under different flooding regimes. Soil Biology and Biochemistry, 2019, 129: 169-177. DOI:10.1016/j.soilbio.2018.11.020 |
| [85] | Calabrese S, Cusant L, Sarazin A, Niehl A, Erban A, Brulé D, Recorbet G, Wipf D, Roux C, Kopka J, Boller T, Courty PE. Imbalanced regulation of fungal nutrient transports according to phosphate availability in a symbiocosm formed by poplar, Sorghum, and Rhizophagus irregularis. Frontiers in Plant Science, 2019, 10: 1617. DOI:10.3389/fpls.2019.01617 |
| [86] | Beaudet D, Chen ECH, Mathieu S, Yildirir G, Ndikumana S, Dalpé Y, Séguin S, Farinelli L, Stajich JE, Corradi N. Ultra-low input transcriptomics reveal the spore functional content and phylogenetic affiliations of poorly studied arbuscular mycorrhizal fungi. DNA Research, 2018, 25(2): 217-227. DOI:10.1093/dnares/dsx051 |
| [87] | Salvioli A, Ghignone S, Novero M, Navazio L, Venice F, Bagnaresi P, Bonfante P. Symbiosis with an endobacterium increases the fitness of a mycorrhizal fungus, raising its bioenergetic potential. The ISME Journal, 2016, 10(1): 130-144. DOI:10.1038/ismej.2015.91 |
| [88] | Kuang JL, Huang LN, He ZL, Chen LX, Hua ZS, Jia P, Li SJ, Liu J, Li JT, Zhou JZ, Shu WS. Predicting taxonomic and functional structure of microbial communities in acid mine drainage. The ISME Journal, 2016, 10(6): 1527-1539. DOI:10.1038/ismej.2015.201 |
| [89] | Recorbet G, Courty PE, Wipf D. Recovery of extra-radical fungal peptides amenable for shotgun protein profiling in arbuscular mycorrhizae. Methods in Molecular Biology: Clifton, N J, 2020, 2146: 223-238. |